100 µM 黄金速算法
TE 与灭菌水指南
10 µM 工作液一键稀释

引物复溶定容与稀释计算器

计算冻干引物复溶至 100 µM 母液所需加入的水或 TE Buffer 体积,一键生成 10 µM PCR 工作液稀释配方,并快速检测引物分子量与退火温度。

冻干引物参数输入

冻干粉末
From tube label
nmol

请查看合成引物管壁标签(如 32.4 nmol)

计算结果

需加入的溶液体积

需移液加入的溶剂体积 (TE Buffer)
324.0 µL
Yields 100 µM Stock
100 µM 母液黄金速算定律:配制 100 µM 母液时,加水量 (µL) 等于 nmol 数直接乘以 10!(即 32.4 nmol × 10 = 324.0 µL)。
实验台复溶操作步骤
1.按供应商说明短暂离心后再开盖。
2.准确加入 324.0 µL 无菌 TE Buffer。
3.按照供应商说明混匀,确保引物完全溶解。
4.母液放 -20°C 保存。建议分装出工作液,避免反复冻融。

如何使用引物复溶计算器

  1. 在管身或质检报告上找到实际交付量(nmol),不要使用下单时的合成规模。
  2. 选择母液浓度。100 µM 是常见起点,并非所有实验的固定要求。
  3. 读取溶剂体积,选择适用的缓冲液或无核酸酶水,并遵循供应商的复溶说明。
  4. 切换到工作液稀释,配制较低浓度溶液。每条引物分别计算,并核对反应中的终浓度。

科学计算原理与公式

复溶体积 V(µL)由实际交付量 n(nmol)和目标浓度 C(µM)决定:

VµL=nnmolCµM×1000

由于 1 µM = 1 pmol/µL = 0.001 nmol/µL,配制 100 µM 溶液即为 0.1 nmol/µL,故所需体积直接为 nmol × 10。

连续算例:从冻干引物到 PCR 加样

跟随同一条引物完成复溶、工作液稀释和反应加样。以下仅为计算示例,实际浓度以实验方案为准。

1. 用 32.4 nmol 配制 100 µM 母液

管中有 32.4 nmol 冻干引物。用实际量除以目标浓度,并完成 nmol 与 pmol 的换算。

V = 32.4 × 1000 / 100 = 324 µL

向冻干引物中加入 324 µL 适用溶剂,得到 100 µM 母液。

2. 配制 100 µL、10 µM 工作液

使用示例 1 中的 100 µM 母液。100 µL 指混匀后的总体积,不是加水量。

V₁ = C₂V₂ / C₁ = 10 × 100 / 100 = 10 µL

混合 10 µL 母液和 90 µL 稀释液。这是十倍稀释,即一份母液加九份稀释液。

3. 计算 20 µL 反应中的引物加样量

使用示例 2 的 10 µM 工作液,使其中一条引物在反应中的终浓度达到 0.5 µM。

V₁ = 0.5 × 20 / 10 = 1 µL

加入该引物 1 µL。如果正反向引物均需达到这个终浓度,则各加 1 µL,且两者体积都计入 20 µL 反应总体积。

引物复溶体积速查表

按冻干引物实际量(nmol)查询所需溶剂体积(µL),假设引物完全溶解。请使用实际交付量,而非订购规模。
实际交付量(nmol)20 µM50 µM100 µM
5250 µL100 µL50 µL
10500 µL200 µL100 µL
251250 µL500 µL250 µL
502500 µL1000 µL500 µL
1005000 µL2000 µL1000 µL

单位说明与常见错误

  • 物质的量与浓度不同:nmol 表示引物有多少;µM 表示单位体积内有多少。1 µM = 1 pmol/µL,因此 100 µM = 100 pmol/µL。
  • 母液浓度、工作液浓度和反应终浓度是不同概念。向 PCR 体系加入少量 10 µM 工作液,不会使整个反应达到 10 µM。
  • 稀释液体积 = 最终体积 − 母液体积。不要在母液之外再加入等于最终体积的水。
  • 当移液量低于移液器可靠范围时,应配制中间稀释液或增大配制体积。稀释无法得到高于母液的浓度。

TE 缓冲液 (pH 8.0) — 推荐用于母液保存

Low EDTA TE 缓冲液(10 mM Tris-HCl, 0.1 mM EDTA, pH 8.0)通过微量 EDTA 螯合核酸酶必需的二价金属离子,并通过弱碱性缓冲防止因纯水吸收空气中二氧化碳酸化而引发的脱嘌呤水解。

无菌去离子水 — 推荐用于 10 µM PCR 工作液

当实验允许时,可使用分子生物学级无核酸酶水。低 EDTA 的 TE 也可能适用,应根据稀释后的最终 EDTA 浓度判断兼容性,不能认为所有 TE 都会抑制 PCR。

序列计算的方法与适用范围

序列属性仅支持按 5′ → 3′ 输入的未修饰单链 DNA(A、C、G、T)。允许空格和换行;不支持 RNA、简并碱基、FASTA 标题或修饰标记。分子量假设为未修饰、羟基末端的 DNA;修饰引物应使用供应商提供的分子量。

Wallace Tm = 2 × (A + T) + 4 × (G + C),仅按碱基组成粗略估算,不考虑盐、Mg²⁺、引物浓度、错配或二级结构,不能单独作为退火温度的依据。

常见问题解答 (FAQ)

为什么开盖复溶前必须先离心?

开盖前短暂离心,将管盖和管壁上的物料收集到管底。具体离心和混匀条件应遵循供应商说明。

PCR 反应体系中常用的引物浓度是多少?

常规 PCR 体系中引物的最终工作浓度一般为 0.2 µM 至 0.5 µM。将引物配制成 10 µM 工作液,在 20–50 µL 反应中加入 1 µL 即可精确移液。

复溶后的引物应该如何妥善保存?

对于普通 DNA 寡核苷酸,IDT 建议长期置于 −20°C 保存,包括溶于适用 TE 缓冲液或无核酸酶水的情况。修饰引物遵循供应商说明;分装有助于减少反复操作和污染。

如果管子上只标明了 OD260,该如何换算?

优先使用供应商标注的实际 nmol。如果只有 OD260,应使用供应商提供的序列特异性消光系数换算;也可根据质量和分子量计算。通用 OD–质量系数对短引物仅是近似值,本计算器接收 nmol 而非原始吸光度。

使用以下 CodonTable 站内工具,继续计算稀释用量或配制缓冲液。