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DNAライゲーションモル比計算機
プラスミドクローニングに必要なインサートDNA質量を計算し、3:1 / 5:1モル比やpmolモル数を検証。実験台ですぐに使えるT4 DNAリガーゼ反応系表を自動生成します。
ライゲーション実験パラメータ
直鎖状プラスミド骨格の長さ (bp)
目的DNA断片の長さ (bp)
通常 10–20 µL 反応で 25 – 100 ng 推奨
必要なインサートDNA量
T4 DNAリガーゼ反応系セットアップ (20 µL)
DNA濃度と必要量から算出した実験用ピペッティングテーブル。
| コンポーネント | 添加量 | ピペッティング容量 (µL) |
|---|---|---|
| 10X T4 DNA Ligase Buffer | 1X final | 2.0 µL |
| Vector DNA (4000 bp) | 50 ng | 2.00 µL |
| Insert DNA (1000 bp) | 37.5 ng (3:1) | 1.88 µL |
| T4 DNA Ligase (400 U/µL) | 400 U | 1.0 µL |
| Nuclease-free H₂O | 全量まで | 13.13 µL |
| 合計反応容量 | — | 20.0 µL |
科学的原理と計算式
プラスミドクローニングでは、インサート末端とベクター末端のモル比のバランスが鍵となります:
dsDNAの平均分子量は 660 g/(mol·bp) で換算。pmolモル比を適正化することで、T4リガーゼによる環状化効率を最大化します。
3:1 Molar Ratio
5:1 Molar Ratio
1:1 Molar Ratio
クローニング・トラブルシューティング
10X T4 BufferのATPが凍結融解で分解していないか確認してください。エレクトロポレーションの場合は、通電前に熱失活 (65°C 10分) または脱塩を行ってください。
制限酵素の消化不完全が原因です。単一切断ベクターの場合はアルカリホスファターゼ (CIP/rSAP) で末端を脱リン酸化してください。
モル比を 3:1 から 5:1 に増やしてください。ゲル抽出で非特異的増幅産物を確実に除去してください。
よくある質問 (FAQ)
なぜ粘着末端ライゲーションでは 3:1 モル比が推奨されるのですか?
インサートを3倍モル過剰にすることで、ベクターが自身の末端と結合して自己環化する確率を抑え、インサートとの衝突・結合確率を大幅に高めるためです。
1回の反応でベクターDNAはどれくらい必要ですか?
通常の 10–20 µL 反応では 25–100 ng が推奨されます。多すぎる DNA (> 200 ng) は形質転換効率を阻害することがあります。
反応液をそのままコンピテントセルに導入できますか?
ケミカルコンピテントセル(ヒートショック)には 2–5 µL を直接添加できます。エレクトロポレーションの場合は塩分によるスパークを防ぐため脱塩が必要です。
全容量は 10 µL と 20 µL のどちらが良いですか?
酵素とバッファーを節約したい場合は 10 µL、DNA濃度が低く多量のサンプルを添加したい場合は 20 µL が適しています。